Cyanobakterien: Merkmale der Cyanobakterien

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Merkmale der Cyanobakterien

Einordnung in die Prokaryoten

Blaualgen zählen zu den Prokaryoten (gr. pro = bevor und karyon = Kern) , genauer zur Domäne der Bakterien. Das heißt, sie besitzen keinen Zellkern. Im Gegensatz zu den Eukaryoten liegt die DNA der Prokaryoten frei im Zytoplasma der Zelle vor, bei den Eukaryoten ist die DNA im Zellkern durch eine Zellkernmembran vom Rest der Zelle getrennt. Außerdem verfügen Prokaryoten nicht über andere mit Membranen abgetrennte Zellorganellen. So fehlen bei den Blaualgen zum Beispiel Mitochondrien, endoplasmatisches Reticulum, Chloroplasten und Zellsaftvakuolen, jedoch verfügen manche Cyanobakterien über Gasvakuolen. Weiterhin sind Cyanobakterien im Gegensatz zu allen Eukaryoten fähig Luftstickstoff zu binden. Daher kann man solche Blaualgen auch in Symbiose mit anderen Organismen finden, denn Stickstoff ist ein elementarer Baustoff für die lebenswichtige Proteinsynthese.

Trotz dieser scheinbar eindeutigen Unterschiede zwischen Eukaryoten und Prokaryoten, wurden die Cyanobakterien lange Zeit zu den Pflanzen, also den Eukaryoten, gezählt. Denn ähnlich wie Pflanzen sind die zur Photosynthese benötigten Pigmente der Cyanobakterien in Membransystemen, den Thylakoidstapeln, gelagert. Auch die Lichtreaktion und die Photosyntesepigmente der Cyanobakterien weisen Unterschiede zu anderen fototrophen Bakterien auf, da bei den Cyanobakterien Sauerstoff produziert wird und anstatt Bakteriochlorophyll Chlorophyll a verwendet wird. Außerdem ist die Zellgröße der Cyanobakterien für Prokaryoten außergewöhnlich, da sie mit einem Zelldurchmesser von circa 0,5 µm bis circa 40 μm durchschnittlich fünf bis zehn mal größer als andere Bakterienzellen sind.

Erst durch die molekularbiologischen Untersuchungen konnte eindeutig bewiesen werden, dass die Cyanobakterien zu den Prokaryoten zählen, denn die oben genannten Merkmale der Prokaryoten werden auch bei den Cyanobakterien erfüllt. So gelang es der Wissenschaft erst vor relativ kurzer Zeit dank moderner Untersuchungen Klarheit über die Einordnung der Blaualgen zu den Prokaryoten zu schaffen.

Aufbau einer Cyanobakterienzelle

Die Zellen von Cyanobakterien sind je nach Art hohlkugel- oder hohlzylindrisch geformt. Sie werden von einer Gallertscheide, vgl. Abbildung 1, umgeben. Die Cyanobakterien, die mit einer bis zu vier Schichten dicken Zellwand ausgestattet sind, lassen sich im Hinblick auf die Gram-Färbung den gramnegativen Bakterien zuordnen. Innerhalb der Zelle liegen unter Anderem auch die Ribosomen, Thylakoide, evtl. Gasvakuole und die DNA enthaltenden Elemente .

[[Image:]][[Image:]]Abb. 1Abb.2

Organisationsform

Selbst unter den Prokaryoten gibt es Organismen, die nicht als Einzeller, sondern als Vielzeller vorkommen und sogar zur Zelldifferenzierung fähig sind. Blaualgen kommen sowohl als Einzeller, als auch als Vielzeller vor, dabei treten sie als capsaler Typ oder als trichaler Typ auf.

Capsal bedeutet, dass die Zellen von einer Gallerthülle umgeben sind, und nur dünn oder teilweise mit Zellwänden versehen sind. Zu diesem Typ zählen sowohl die einfachen einzelligen Cyanobakterien, als auch die in Zellverbänden Vorkommenden. Ein Zellverband zeichnet sich durch die Zusammenlagerung von unabhängigen Zellen aus. Die bei den Cyanobakterien vorkommenden Zellverbände werden zu den Coenobien gezählt. Diese sind dadurch gekennzeichnet, dass nach Zellteilungen die neu entstandenen Zellen in der produzierten Schleimschicht oder an der Zellwand zusammen bleiben.

Mehrzeller unterscheiden sich von Zellverbänden dadurch, dass die Einzelzeller in Mehrzellern nicht unabhängig voneinander sind, sondern aufgrund von Zelldifferenzierung nur zusammen überlebensfähig sind. Die Trichale Stufe von Algen ist dadurch charakterisiert, dass die Mehrzeller Fäden ausbilden, sogenannte Trichome.

Die Cyanobakterien können, wie oben beschrieben und im Anhang ersichtlich, je nach Art, von Einzellern über Zellverbänden zu Trichomen, unterschiedlichen Organisationsformen zugerechnet werden.

Systematik

Die Cyanobakterien lassen sich aufgrund der molekular-biologisch erforschten Kenntnisse in die Domäne der Bakterien einordnen. Weiterhin ist die Untersuchung auf die Gram-Färbung ein beliebtes Mittel zu Einteilung von Bakterien. Die Cyanobakterien lassen sich dabei aufgrund ihrer Zellwandstruktur den gram-negativen Bakterien zuordnen. Innerhalb der Bakterien bilden die Cyanobakterien einen eigenen Stamm „Cyanobakterien“ mit nur einer einzelnen Klasse, „Cyanobakteriopsida“ genannt. Diese Klasse lässt sich in zwei Unterklassen unterteilen, den Coccogoneae und den Hormogoneae.

Zu den Coccogonea gehören die Organismen mit capsaler Organisation und die in Coenobien Auftretenden. Zu dieser Unterklasse zählen laut Karl Essers „Kryptogamen 1“ die Ordnungen der Chroococcales, Chamaesiphonales und der Pleurocapsales.

Die Unterklasse Hormogonneae beinhaltet die trichalen Cyanobakterien. Im Gegensatz zu den Coccogoneae vermehren sich diese meist durch abschnüren ganzer Fadenteile, die aus unspezialisierten Zellen bestehen. In dieser Unterfamilie sind die Ordnungen der Oscilatoriales, Nostocales und Stigonematales zusammengefasst.

Die Einordnung der Ordnungen der Cyanobakterien scheint jedoch immer noch strittig zu sein, denn allein die Anzahl der Ordnungen variiert von Quelle zu Quelle und auch deren Bezeichnung ist teilweise unterschiedlich. Deshalb lässt sich sagen, dass hier noch keine eindeutige Systematik vorliegt.

Lichtabsorptionsspektrum

Versuchsaufbau

Mit Hilfe von Spektralphonometern kann man bestimmen, welche Lichtwellenlängen von einem Farbstoff absorbiert werden. Besonders bei phototrophen Organismen, wie Pflanzen und Cyanobakterien, ist die Untersuchung des Lichtabsorptionsspektrums interessant, da damit auch auf das Wirkungsspektrum geschlossen werden kann.

Für die Untersuchung steht ein Photometer mit unterschiedlichen Lichtwellenfiltern für den Bereich zwischen 445 nm und 690 nm zur Verfügung. Weiterhin stehen zwei durchsichtige Küvetten und die Cyanobakterienprobe bereit. Durch die Verwendung der Lichtfilter wird sichergestellt, dass nur eine bestimmte Wellenlänge von Licht durch die Probe geleitet wird und im Hinblick auf die Lichtextinktion untersucht wird (vgl. Abb.3). Dies ist besonders wichtig, da Farbstoffe verschieden lange Lichtwellen in unterschiedlichem Maße absorbieren und mit der Differenzierung der Lichtwellen eben erst ein Absorptionsspektrum erstellt werden kann. Das Photometer errechnet den Wert der Lichtextinktion eines Farbstoffes, in dem der gemessene Lichtverlust nach der Durchdringung der Probe mit der Lichtextinktion reinen Wassers verglichen wird.

Im folgenden soll nun die Lichtextinktion („Lichtauslöschung“) der Cyanobakterien anhand des Beispiels der Spirulina maxima untersucht werden.

Abb. 3

Durchführung

Um das Absorptionsspektrum einer zu untersuchenden Probe zu erhalten, ist es notwendig, den Versuch richtig durchzuführen.

Als Erstes müssen die beiden Küvetten mit den Vergleichsflüssigkeiten bestückt werden, wobei die eine Küvette reines Wasser oder eine andere extinktionsarme Flüssigkeit enthalten muss, die als Lösemittel der Substanzprobe verwendet wird. Die Andere enthält die zu Untersuchende Probe, in diesem Fall die Spirulina-Suspension.

Danach wird das eingeschaltete Photometer mit einem Lichtfilter und der Küvette mit reinem Wasser in den dafür vorgesehenen Positionen bestückt. Mit Hilfe der Nullpunkt-Taste wird das Gerät nun so präpariert, dass reines Wasser bei der Untersuchung auf die Lichtextinktion durch betätigen der E-Taste und danach der M-Taste einen Lichtabsorptionswert von „0“ ergibt. Dadurch erreicht man, dass bei der Untersuchung der Suspension nur die Lichtauslöschung der interessanten Partikel berücksichtigt wird, und nicht noch zusätzlich die Extinktion des Wassers.

Nun wird die Probenküvette mit der Wasserküvette vertauscht und mit Hilfe der M-Taste (Messung) die Lichtextinktion der Probe ermittelt. Jetzt wird der Wert auf dem Bildschirm des Gerätes angezeigt. Dieser kann im Zusammenhang mit dem verwendeten Lichtfilter dokumentiert und später zur Erstellung eines Diagramms genutzt werden.

Als Nächstes wird ein anderer Lichtfilter anstelle des gerade Benutzten positioniert und das Photometer wird analog zur Vorbereitung mit dem ersten Filter, der Wasserküvette und der N-Taste eingestellt. Bun wird analog zum ersten Durchgang die Wasserküvette mit der Substanzprobe vertauscht und der neue Lichtextinktionswert kann ermittelt werden. In der gleichen Weise wird mit den übrigen Filtern vorgegangen und die Ergebnisse werden in ein Diagramm übertragen, um die Werte anschaulicher darzustellen.

Ergebnis

Das Versuchsergebnis ergab eine Lichtabsorption der Cyanobakterien im gesamten Bereich des Lichts mit einer Wellenlänge zwischen 445 nm und 690 nm. Dieses Ergebnis steht im Einklang zu einem „Engelmann-Versuch“ des Otto-Hahn Gymnasiums Landau, denn dort ergab ihr Versuch, dass Cyanobakterien, im Gegensatz zu den eukaryotischen Grünpflanzen, aufgrund ihrer besonderen Farbpigmente, fähig sind bei allen Lichtwellenlängen des sichtbaren Lichts Photosynthese zu betreiben. Laut dem Otto-Hahn Gymnasium Landau können Cyanobakterien außerdem den grün-gelben Bereich, also mit einer Wellenlänge von circa 500-600 nm, des Lichts besonders gut nutzen, da in ihrem Versuch dort die höchste dichte an Cyanobakterien vorlag.

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Der von mir durchgeführte Versuch mit der Spirulina-Suspension ergibt auch für den mittleren Bereich der Lichtwellenlänge hohe Extinktionswerte, jedoch liegen die Werte bei den kurzwelligen Strahlen (445 nm) noch höher. Dies ist auf die Lichtstreuung zurück zuführen, die bei Suspensionen im Bereich des kurzwelligen Lichtes auftritt. Im Bereich des rötlichen Lichtes werden die Extinktionswerte geringer, jedoch wird immer noch deutlich Licht absorbiert.

Damit wird mein Versuchsergebnis von anderen Untersuchungen wie zum Beispiel dem genannten „Engelmann-Versuch“ unterstützt. Dieser geht noch weiter und vergleicht die Absorptionsspektren von Grün- und Blaualgen direkt und kommt zum Ergebnis, dass im Hinblick auf die Lichtextinktion ein deutlicher Unterschied zwischen beiden vorliegt.

Die Grünpflanzen verwenden als Photosynthesepigmente lediglich Chlorophyll a, Chlorophyll b und Carotinoide. Dadurch ergibt sich ein Lichtabsorptionsspektrum, dass sehr hohe Extinktionswerte im Bereich von circa 450-500 nm und im Bereich von circa 650-680 nm aufweist. Im Gegenzug werden die Lichstrahlen mit einer Wellenlänge um 500-600 nm sehr wenig absorbiert (vgl. Abb. 5 links).

In den Cyanobakterien befinden sich neben Chlorophyll a (z.T. auch Chlorophyll b und d) und den Carotinoiden zusätzlich das dunkelblaue Allophycocyanin, das blaue Phycocyanin und das rote Phycocrythin. Hierdurch ist das Absorptionsspektrum der Cyanobakterien gleichmäßiger als das der Grünpflanzen. Die extrem hohen bzw. tiefen Extinktionswerte treten nicht auf, da die Pigmente zusammen alle Bereiche des sichtbaren Lichtes abdecken (vgl. Abb. 4 rechts).

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Abb. 4

Photosynthese

Cyanobakterien weisen unter den Bakterien eine einzigartige Photosynthesereaktion auf, denn im Gegensatz zu anderen fototrophen Bakterien (Bakterien, die Licht als Energiequelle nutzen) sind sie dazu im Stande, oxygene Photosynthese zu betreiben, also Photosynthese, bei der Sauerstoff frei wird. Damit weisen sie eine Gemeinsamkeit mit den Pflanzen auf, die ebenfalls diese Lichtreaktion betreiben.

Der Photosynthesevorgang ist in der Regel, wie bei den Pflanzen, in Photosystem I und II gegliedert, bei denen zum einen ATP und Reduktionsäquivalente gebildet und zum anderen Wasser zu Sauerstoff oxidiert wird. Die Energie für diese Stoffwechselvorgänge erhalten die Cyanobakterien durch die Lichtextinktion des Chlorophyll a, der Carotinoide und der Phycobiline, dem Gallenfarbstoff ähnlichen Farbstoffen, die als akzessorische Pigmente verwendet werden.

Außerdem verfügen die Cyanobakterien, wie die Mitochondrien eukaryotischer Zellen, über eine respiratorische Elektronentransportkette. Dies ist, im Anbetracht der Tatsache, dass damit sowohl die sauerstoffproduzierende Photosynthese als auch die aerobe Atmung in einer Einzelzelle von statten gehen, einzigartig unter den Lebewesen..

Vermehrung und Kultivierung

Vermehrung

Cyanobakterien pflanzen sich in der Regel vegetativ fort, in dem sie Zellteilungen durchführen, dies gilt sowohl für die einzelligen als auch für die mehrzelligen Vertreter dieser Klasse. Außerdem können unbegeißelte Sporen ausgestoßen und bei fadenförmigen Blaualgen unspezialisierte Zellen abgetrennt werden, die dann neue Fäden bilden. Zur sexuellen Fortpflanzung liegen keine Daten vor, deshalb lässt sich kein Vergleich mit anderen Organismen in diesem Gebiet durchführen. Allerdings lässt sich die Rekombination des Erbguts der Cyanobakterien wie bei anderen Bakterien durch die parasexuellen Vorgänge erklären.

Kultivierungsversuche

Versuch 1: Anlegen von Rohkulturen aus Morastproben

Versuchsaufbau

Um Rohkulturen von Cyanobakterien herzustellen benötigt man zunächst Frischmaterial, welches man zum Beispiel aus Erdproben gewinnt. Im Versuch werden Reagenzgläser circa zu einem Drittel mit Schlammproben gefüllt und anschließend bis auf die Hälfte mit Wasser aufgefüllt. Nach kurzem Schütteln werden die Probiergläser mit Wattestopfen verschlossen.

[[Image:]] Auf der Fotografie sieht man drei Reagenzgläser in denen sich die Schlammproben befinden.

Die Proben werden nahe an Fenstern positioniert, damit die Cyanobakterien Photosynthese betreiben können.

Durchführung

Da nach circa drei Wochen in den Probiergläsern noch kein Wachstum von Cyanobakterien zu beobachten war, fügte ich im rechten Reagenzglas zwei Tropfen von Gartenkrones „Grünpflanzen Dünger“ hinzu, um die Nährsalzkonzentration in der Flüssigkeit zu erhöhen und damit die Vermehrung der photoautotrophen Organismen zu beschleunigen. Nach einer weiteren Woche schien sich immer noch keine Veränderung hinsichtlich des Wachstums von Cyanobakterien abzuzeichnen, deshalb verlegte ich den Standort des Versuchs in ein wohltemperiertes Zimmer, circa 24° Celsius, und beleuchtete den Versuchsaufbau mit einer Aquariumlampe, da bei diesen Leuchtröhren ein Lichtspektrum ausgestrahlt wird, das es Pflanzen und auch Cyanobakterien ermöglicht, Photosynthese zu betreiben. Dies erschien mir eine große Verbesserung zu den vorherigen Versuchsbedingungen, da aufgrund der Jahreszeit (Dezember-Januar) die Lichtintensität und auch die Temperatur definitiv keine optimalen Bedingungen zur schnellen Kultivierung von phototrophen Mikroorganismen darstellte. Am Fenster lag die Temperatur häufig nur bei circa 15° Celsius und die Sonneneinstrahlung dauerte auch nur relativ kurz an. Doch in den neuen Licht- und Temperaturbedingungen zeichnete sich nun die schnellere Vermehrung deutlich ab.

Ergebnis

[[Image:]]Am Ende des Versuchs, der circa sechs Wochen lang gedauert hat, lies sich in den Probiergläsern unterschiedlich stark ausgeprägte Populationen von photoautotrophen Lebewesen feststellen, denn in den beiden nicht mit Dünger versehenen Gläsern war nach wie vor kein Wachstum erkennbar, wohingegen im gedüngten Medium eine deutliche Grünfärbung aufgrund von Photosynthese betreibenden Organismen sichtbar war.

Auf dem Bild kann man deutlich erkennen, dass das rechte Reagenzglas eine Grünfärbung aufweist, während in den beiden anderen Probiergläsern keine solche Beobachtung zu machen ist. Die mit der Grünfärbung einhergehende Population von Photosynthetikern, die sich im rechten Reagenzglas entwickelt hat, lässt sich nur auf die unterschiedliche Konzentration aufgrund des Düngers zurückführen, da ansonsten die Bedingungen aller drei Versuchsaufbauten identisch waren. Die Schlammgrundlage und das Wasser sind in allen drei Probiergläsern selben Ursprunges, und Temperatur und Lichteinwirkung betrafen alle Reagenzgläser im gleichen Maße, da sie zusammen aufbewahrt wurden. Folglich lässt sich das Wachstum der Organismen im rechten Glas allein auf die Eutrophierung des Mediums zurückführen und steht damit im Einklang zu der These, dass das Wachstum von Photosynthetikern in Gewässern an das Vorhandensein von Nährsalzen gekoppelt ist.

Weiterhin hängt die Vermehrung von Cyanobakterien stark von der Lichteinstrahlung und der Temperatur ab, da auch im gedüngten Reagenzglas zunächst unter der geringen Lichtintensität und relativ niedrigen Temperatur keine Entwicklung der Population zu bemerken war. Somit lässt sich sagen, dass die Vermehrungsgeschwindigkeit von Cyanobakterien von Umweltfaktoren abhängt, insbesondere von Temperatur, Licht und Nährsalzkonzentration.

Versuch 2: Kultivierung von Spirulina maxima auf synthetischen Nährmedium

Versuchsaufbau

[[Image:]][[Image:]]Bei diesem Versuch soll eine Reinkultur von Spirulina maxima, einem fadenförmigen Cyanobakterium, in einem selbst hergestellten Nährmedium kultiviert werden. Für geeignete Nährmedien stehen einige Rezepte zu Verfügung, in diesem Versuch wird die Anleitung für das „Synthetische[s] Medium Nr. 1“ auf Seite 26 aus Karl Essers „Kryptogamen 1. Praktikum und Lehrbuch, Dritte Auflage“ verwendet. Es musste lediglich bei einem chemischen Bestandteil auf eine Ersatzzutat zurück gegriffen werden. Das verwendete Rezept findet sich im Anhang vollständig beschrieben. Laut Esser handelt es sich bei dem verwendeten Medium um ein Universalmedium, dass zur Kultivierung nahezu aller Algen und auch Cyanobakterien taugt. Also sollte auch unsere Spirulina-Kultur darauf gedeihen.

[[Image:]]Bei der Herstellung des Nährmediums werden die Zutaten in den angegebenen Mengen zu destilliertem Wasser gegeben, um die benötigte Nährsalzgrundlage für das erfolgreiche Wachsen der Cyanobakterien zu gewährleisten. Durch die Zugabe von Agar-Agar und anschließendes Aufkochen verändert sich die Konsistenz beim Abkühlen von flüssig zu gallertartig. Solange das Medium noch flüssig ist, wird es in drei Petrischalen gegossen. Es ist dabei darauf zu achten ist, dass die Mediumschicht in den Schalen recht dünn ausfallen sollte. Da das Medium nach dem Abkühlen als gallertartige Masse vorliegt, besteht nicht die Gefahr durch unvorsichtigen Umgang den Nährboden zu verschütten. Darin besteht meiner Ansicht nach der wesentliche Vorteil gegenüber Flüssigmedien, die anfälliger auf mechanische Fehler in der Behandlung sind.

Nach dem erfolgreichen Befüllen der Petrischalen, werden diese circa 45 Minuten in einem Dampfkochtopf unter Druck erhitzt. Diesen Vorgang nennt man auch Autoklavieren. Um eine Reinkultur anzulegen, ist es nötig den Nährboden zu sterilisieren, damit Fremdbesiedler auf dem Medium nicht vorkommen. Da Bakterienzellen häufig erst bei Temperaturen von circa 120º Celsius zerstört werden, reicht gewöhnliches Abkochen alleine nicht aus, da hierbei nur 100º Celsius erreicht wird. In einem Dampfkochtopf erreicht man unter dem dortigen Druck jedoch auch Temperaturen um 120º Celsius, daher eignen diese sich für die Sterilisation von Nährböden.

Nachdem die Petrischalen autoklaviert und damit keimfrei sind, werden mit einem desinfizierten Doppellöffel, aus dem „Kosmos Chemie C3000“ Chemiebaukasten, schließlich Proben der Spirulina maxima-Kultur auf dem Nährboden ausgestrichen.

Durchführung

Die, wie oben beschrieben, behandelten Nährböden erfahren exakt dieselbe Behandlung wie die Rohkulturen im ersten Kultivierungsversuch. Um den schriftlichen Umfang meiner Arbeit nicht unnötig zu vergrößern, erläutere ich die Durchführung dieses Experimentes nicht weiter, sondern verweise auf Punkt 2.7.2.1.2 meiner Facharbeit, in welchem ausführlich über die Versuchsdurchführung berichtet wird.

Es lässt sich im Unterschied zum Punkt 2.7.2.1.2 lediglich bemerken, dass im gesamten Verlauf des Versuchs keinerlei Photosyntheseaktivitäten bemerkbar wurden, sondern der Nährboden weitgehend steril blieb und definitiv keine Ausbreitung einer Grünfärbung zu erkennen war.

Ergebnis

Selbst gegen Ende des Versuchs, der über einige Wochen andauerte, konnte keine Verfärbung oder Änderung der Struktur des Mediums, die auf eine Vermehrung der Spirulina maxima-Kultur hingewiesen hätten, beobachtet werden. In allen drei Versuchsschalen widerspricht das Ergebnis damit meinen Erwartungen, denn ich nahm an, dass sich auf dem synthetischen Medium unter den Versuchbedingungen, wie in 2.7.2.1.2 beschrieben, ein starker Cyanobakterienbewuchs einstellen würde oder mindestens eine geringe Ausbreitung. Doch das Ergebnis zeigt keinerlei Vermehrung der Blaualgen, sondern scheint mit bloßem Auge eher steril geblieben zu sein.

Da beim Nährmedium eine Zutat durch eine Andere ersetzt werden musste und damit ein Unterschied zu dem Nährbodenrezept aus Essers „Kryptogamen 1“ vorliegt, vermute ich, dass das Ausbleiben der Vermehrung der Cyanobakterien unter Anderem damit zu tun hat. Der Versuch konnte leider keinen Aufschluss über die Vermehrung der Spirulina geben, lediglich interpretiere ich in das Versuchsergebnis, dass auch diese Bakterien eine gewisse Nährsalzkonzentration für eine erfolgreiche Vermehrung brauchen und bestimmte Umweltbedingungen erfüllt sein müssen, damit ein Überleben dieser Organismen gesichert ist. Scheinbar hat der von mir zur Verfügung gestellte Lebensraum nicht die Bedürfnisse der Spirulina maxima befriedigt, denn sonst hätte sich ein Wachstum der Kultur auf dem Nährboden eingestellt.

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